miércoles, 30 de noviembre de 2016

21.- Autoclave

El autoclave es un aparato que se emplea para obtener materiales estériles (que deben resistir altas temperaturas) y para esterilizar material desechable contaminado previamente a su eliminación. En este caso trabajamos con el autoclave RAYPA STERICLAV-75.

El aparato genera calor húmedo, en forma de vapor de agua a presión, y la esterilización se consigue a través del mecanismo de la coagulación de las proteínas, destruyendo así todo tipo de microorganismos, incluyendo los virus y las esporas.


Muestra de agua de peptona para esterilizar

Autoclave en funcionamiento

Habitualmente, el autoclave consta de los siguientes elementos:
  • Fuente de calor (eléctrica o de gas).
  • Interruptor general que enciende y apaga el aparato.
  • Volante que permite la apertura y cierre de la tapa.
  • Depósito con resistencia eléctrica en el fondo.
  • Rejilla perforada que se sitúa a la mitad del depósito.
  • Cestillo para poner el material y que se sitúa encima de la rejilla.
  • Manómetro indicador de la presión interna y termómetro que indica la temperatura.
  • Llave de desvaporización o purga.
  • Válvula de vapor o presión y válvula de seguridad.


Por otro lado, a la hora de poner en marcha el autoclave es necesario seguir estos pasos:
  • Abrir la tapa girando el volante de cierre y desplazarla con el brazo.
  • Llenar el depósito con agua destilada hasta la señal por debajo de la rejilla perforada.
  • Poner el material encima de la rejilla o en un cestillo, de forma que queden espacios entre los materiales para que circule correctamente el vapor de agua.
  • No taponar el orificio superior del depósito por donde sale el vapor de agua para esterilizar los materiales.
  • Desplazar la tapa para que cierre el depósito hasta el tope y girar el volante de cierre para apretarla bien.
  • Conectar el autoclave a la corriente eléctrica y accionar el interruptor general.
  • El autoclave irá aumentando la temperatura y empezará a producir vapor de agua, que desplaza al aire. Una vez purgado el aire del interior, se cierra la llave de purga y la temperatura que se alcanza en ese momento es de 100ºC, momento en el que la presión comienza a subir hasta 1 atmósfera y la veremos indicada en el manómetro.
  • Cuando se alcanzan la temperatura y presión deseadas es cuando comienza el tiempo de esterilización, durante el cual se eliminan todos los microorganismos, incluidos virus y esporas.
  • Finalmente, cuando termina el tiempo de esterilización, se desconecta –de forma automática o bien manual–, con el interruptor, pero no se abrirá hasta que el manómetro indique 0 de presión y  se haya enfriado. Abrir la llave de desvaporización o de purga ayudará a que el vapor salga más rápido y descienda la presión.


Este sistema de esterilización tiene una serie de ventajas y desventajas. Así, entre las ventajas están que es la forma más rápida de esterilizar, no es tóxica, esteriliza gran variedad de materiales (vidrio, metal no oxidable, porcelana, goma y tela) y es económica.

Y entre las desventajas destaca el hecho de que hay materiales que no se pueden esterilizar con autoclave, como el plástico, sustancias insolubles en agua y material metálico oxidable, además de que solo esteriliza en superficie y no en profundidad.

Las condiciones idóneas de esterilización pueden ser las siguientes:
  • 120ºC y 1 atmósfera de presión, 20 min.
  • 121ºC y 1 atmósfera de presión, 15 min.
  • 134ºC y 2 atmósferas de presión, 10 min.
  • 144ºC y 3 atmósferas de presión, 4 min.

Tal como se puede observar, a mayor presión, la temperatura que se alcanza es mayor y el tiempo de esterilización que se requiere es menor.




Manual del autoclave RAYPA STERICLAV-75

martes, 22 de noviembre de 2016

20.- Ascomicetos al microscopio óptico

Otidea alutacea y Aleuria aurantia para determinar

Otidea alutacea


Otidea alutacea vista al microscopio óptico con objetivo de x40, se observan las ascas y las esporas para su determinación

Otidea alutacea vista al microscopio óptico con 40 x, teñida con azul de metileno


Aleuria aurantia

Aleuria aurantia vista al microscopio óptico con objetivo de x40, se observan las ascas y las esporas para su determinación

Aleuria aurantia vista al microscopio óptico con objetivo de x40, teñida con azul de metileno

El colorante utilizado es azul de metileno

viernes, 18 de noviembre de 2016

19.- Bacterias G+ y G- y endosporas

Endosporas

Clasificación de endosporas


Clasificación de Bacterias


Staphylococcus aureus

Staphylococcus aureus en placas de siembra con agar sangre

Imagen aumentada de Staphylococcus aureus en placas de siembra con agar sangre


Clostridium botulinum

Clostridium botulinum en botes de conserva

Bote de conserva hinchado debido a Clostridium botulinum

Espora de Clostridium botulinum en el lactante


 Penicillium roqueforti permite que se elabore el queso de roquefort

Penicillium roqueforti


Aspergillus penicillioides

martes, 15 de noviembre de 2016

18.- Mix de varios: polen, trompeta de la muerte


Granos de polen visto al estereoscopio.

Craterellus cornucopioides - "trompeta de la muerte" desecado

Craterellus cornucopioides - "trompeta de la muerte" en fresco

miércoles, 9 de noviembre de 2016

17.- Levaduras del pan activadas con azúcar y vistas al microscopio

El objetivo de esta práctica es reconstituir levadura de pan, con agua y azúcar comercial, y observarla al microscopio. Se observarán formas que se están multiplicando por gemación.

Añadimos agua y azúcar para activar la levadura del pan.

Mezclamos la levaduras, el agua y el azúcar. Dejamos 10 minutos para que se active la levadura.

Tomamos una pequeña muestra, la ponemos en un porta y le añadimos un cubre para observarla al microscopio óptico.

Levaduras vistas al microscopio con 40 aumentos.

Levaduras en gemación vistas al microscopio con 100 aumentos y objetivo de inmersión.

16.- Clasificación de los microorganismos por su potencial oxidorreductor



martes, 8 de noviembre de 2016

15.- Diluciones seriadas

Con esta práctica pretendemos realizar 4 diluciones seriadas de colorante azul de metileno, utilizado para la tinción de esporas y microorganismos.

Preparamos todo el material: gradilla, 4 tubos, pipeta graduada hasta 10 mL, puntas de micropipeta, micropipeta, vidrio de reloj, matraz aforado, agua destilada y el colorante, azul de metileno (pesamos 0,2 g).

Ponemos los 0,2 g de azul de metileno en el matraz aforado y le añadimos 100 ml de agua, conseguimos una dilución del 0,2%p/v.

A continuación llenamos los 4 tubos con 9 mL de agua destilada cada uno, para posteriormente realizar las diluciones seriadas del azul de metileno.
Tomamos 1 mL de la solución madre de azul de metileno al 0,2% del matraz aforado.

Añadimos 1 mL de la solución madre de azul de metileno al 0,2% en el primero de los tubos.

Agitamos.

Cogemos 1 ml de la mezcla del primer tubo.

Añadimos 1 mL al siguiente tubo, y así sucesivamente en los 4.

Finalmente obtenemos las 4 diluciones seriadas de azul de metileno.



miércoles, 2 de noviembre de 2016